УНИКАЛЬНЫЙ МЕХАНИЗМ ГЛИЦИН-СПЕЦИФИЧЕСКОГО ИНТИБИРОВАНИЯ БАКТЕРИАЛЬНОЙ ТРАНСЛЯЦИИ АНТИБИОТИКОМ БОТТРОМИЦИНОМ A2

Обложка
  • Авторы: Волынкина И.А1,2, Грачев А.А3, Ливенский А.Д2,4,1, Ягода Д.К1, Касацкий П.С3, Толичева О.А3, Комарова Е.С1,5, Тупикин А.Е6, Алферова В.А5,7, Каракчиева А.О1, Никандрова А.А2,5,1, Бирюков М.В1, Закалюкина Ю.В1, Дорофеева Л.В8, Ихалайнен Ю.А1, Родин И.А1, Лукьянов Д.А1,2, Кабилов М.Р6, Полесскова Е.В3,9, Коневета А.Л3,9,10, Сергиев П.В1,2,5, Донцова О.А1,2,5,7
  • Учреждения:
    1. Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова
    2. Сколковский институт науки и технологий, Центр молекулярной и клеточной биологии
    3. Петербургский институт ядерной физики имени Б.П. Константинова Национального исследовательского центра «Курчатовский институт», Отделение молекулярной и радиационной биофизики
    4. Институт биологии гена РАН
    5. Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, научно-исследовательский институт физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского
    6. Институт химической биологии и фундаментальной медицины Сибирского отделения РАН (ИХБФМ СО РАН)
    7. Институт биоорганической химии имени академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАН
    8. Пущинский научный центр биологических исследований РАН, Всероссийская коллекция микроорганизмов (ВКМ), Институт биохимии и физиологии микроорганизмов имени Г.К. Скрябина РАН (ИБФМ РАН)
    9. Санкт-Петербургский политехнический университет Петра Великого (СПбПУ), Институт биомедицинских систем и биотехнологий
    10. Национальный исследовательский центр «Курчатовский институт», Центр конвергентных нано-, био-, информационных, когнитивных и социогуманитарных наук и технологий (ПБИКС)
  • Выпуск: Том 90, № 11 (2025)
  • Страницы: 1727-1753
  • Раздел: Статьи
  • URL: https://medbiosci.ru/0320-9725/article/view/362449
  • DOI: https://doi.org/10.7868/S3034529425110123
  • ID: 362449

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Рост устойчивости патогенных бактерий к противомикробным препаратам является серьёзной проблемой для современной медицины, что подчёркивает острую потребность в новых терапевтических средствах. Боттромицин A2 (BotA2) является перспективным кандидатом для будущей разработки лекарств, демонстрирующим активность в отношении клинически значимых патогенов, включая метициллин-резистентный Staphylococcus aureus, ванкомицин-резистентный Enterococcus и виды рода Mycoplasma. Однако молекулярный механизм действия BotA2 долгое время оставался неясным. В данной работе мы показываем, что BotA2 ингибирует бактериальную трансляцию, проявляя уникальную специфичность в отношении кодирующей последовательности мРНК. Используя метод тоупринтинга в сочетании с высокопроизводительным секвенированием (Тое-seq анализ), мы обнаружили, что BotA2 вызывает остановку рибосомы преимущественно, когда глициновый кодон оказывается в A-сайте рибосомы, и независимо от идентичности кодонов, располагающихся в P- и E-сайтах. Наши биохимические и биофизические данные указывают на то, что BotA2 специфически блокирует тройные комплексы, доставляющие глицин, на рибосоме, тем самым предотвращая размещение Gly-тРНКGly в пептидилтрансферазном центре рибосомы. В совокупности наши результаты раскрывают ранее не описанный механизм ингибирования трансляции, обусловленный иммобилизацией тройных комплексов на элонгирующих рибосомах в зависимости от последовательности мРНК.

Об авторах

И. А Волынкина

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова; Сколковский институт науки и технологий, Центр молекулярной и клеточной биологии

Email: petya@genebee.msu.su
119234 Москва, Россия; 121205 Москва, Россия

А. А Грачев

Петербургский институт ядерной физики имени Б.П. Константинова Национального исследовательского центра «Курчатовский институт», Отделение молекулярной и радиационной биофизики

188300 Гатчина, Ленинградская обл., Россия

А. Д Ливенский

Сколковский институт науки и технологий, Центр молекулярной и клеточной биологии; Институт биологии гена РАН; Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

121205 Москва, Россия; 119334 Москва, Россия; 119234 Москва, Россия

Д. К Ягода

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

119234 Москва, Россия

П. С Касацкий

Петербургский институт ядерной физики имени Б.П. Константинова Национального исследовательского центра «Курчатовский институт», Отделение молекулярной и радиационной биофизики

188300 Гатчина, Ленинградская обл., Россия

О. А Толичева

Петербургский институт ядерной физики имени Б.П. Константинова Национального исследовательского центра «Курчатовский институт», Отделение молекулярной и радиационной биофизики

188300 Гатчина, Ленинградская обл., Россия

Е. С Комарова

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова; Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, научно-исследовательский институт физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского

119234 Москва, Россия; 119234 Москва, Россия

А. Е Тупикин

Институт химической биологии и фундаментальной медицины Сибирского отделения РАН (ИХБФМ СО РАН)

630090 Новосибирск, Новосибирская обл., Россия

В. А Алферова

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, научно-исследовательский институт физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского; Институт биоорганической химии имени академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАН

119234 Москва, Россия; 117997 Москва, Россия

А. О Каракчиева

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

119234 Москва, Россия

А. А Никандрова

Сколковский институт науки и технологий, Центр молекулярной и клеточной биологии; Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, научно-исследовательский институт физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского; Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

121205 Москва, Россия; 119234 Москва, Россия; 119234 Москва, Россия

М. В Бирюков

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

119234 Москва, Россия

Ю. В Закалюкина

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

119234 Москва, Россия

Л. В Дорофеева

Пущинский научный центр биологических исследований РАН, Всероссийская коллекция микроорганизмов (ВКМ), Институт биохимии и физиологии микроорганизмов имени Г.К. Скрябина РАН (ИБФМ РАН)

142290 Пущино, Московская обл., Россия

Ю. А Ихалайнен

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

119234 Москва, Россия

И. А Родин

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

119234 Москва, Россия

Д. А Лукьянов

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова; Сколковский институт науки и технологий, Центр молекулярной и клеточной биологии

119234 Москва, Россия; 121205 Москва, Россия

М. Р Кабилов

Институт химической биологии и фундаментальной медицины Сибирского отделения РАН (ИХБФМ СО РАН)

630090 Новосибирск, Новосибирская обл., Россия

Е. В Полесскова

Петербургский институт ядерной физики имени Б.П. Константинова Национального исследовательского центра «Курчатовский институт», Отделение молекулярной и радиационной биофизики; Санкт-Петербургский политехнический университет Петра Великого (СПбПУ), Институт биомедицинских систем и биотехнологий

188300 Гатчина, Ленинградская обл., Россия; 195251 Санкт-Петербург, Россия

А. Л Коневета

Петербургский институт ядерной физики имени Б.П. Константинова Национального исследовательского центра «Курчатовский институт», Отделение молекулярной и радиационной биофизики; Санкт-Петербургский политехнический университет Петра Великого (СПбПУ), Институт биомедицинских систем и биотехнологий; Национальный исследовательский центр «Курчатовский институт», Центр конвергентных нано-, био-, информационных, когнитивных и социогуманитарных наук и технологий (ПБИКС)

Email: konevega.al@pnpi.nrcki.ru
188300 Гатчина, Ленинградская обл., Россия; 195251 Санкт-Петербург, Россия; 123182 Москва, Россия

П. В Сергиев

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова; Сколковский институт науки и технологий, Центр молекулярной и клеточной биологии; Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, научно-исследовательский институт физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского

119234 Москва, Россия; 121205 Москва, Россия; 119234 Москва, Россия

О. А Донцова

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова; Сколковский институт науки и технологий, Центр молекулярной и клеточной биологии; Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, научно-исследовательский институт физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского; Институт биоорганической химии имени академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАН

119234 Москва, Россия; 121205 Москва, Россия; 119234 Москва, Россия; 117997 Москва, Россия

Список литературы

  1. Waisvisz, J. M., van der Hoeven, M. G., van Peppen, J., and Zwennis, W. C. M. (1957) Bottromycin. I. A New sulfur-containing antibiotic, J. Am. Chem. Soc., 79, 4520-4521, https://doi.org/10.1021/ja01573a072.
  2. Nakamura, S., Chikaike, T., Karasawa, K., Tanaka, N., Yonehara, H., and Umezawa, H. (1965) Isolation and characterization of bottromycins A and B, J. Antibiot., 18, 47-52.
  3. Miller, B. M., Stapley, E. O., and Woodruff, H. B. (1967) Antimycoplasmal activity of the bottromycin complex and its production by Streptomyces canadensis, Antimicrob. Agents Chemother., 7, 407-414.
  4. Tanaka, N., Nishimura, T., Nakamura, S., and Umezawa, H. (1968) Activity of bottromycin against Mycoplasma gallisepticum, J. Antibiotics, 21, 75-76, https://doi.org/10.7164/antibiotics.21.75.
  5. Nakamura, S., Yajima, T., Lin, Y., and Umezawa, H. (1967) Isolation and characterization of bottromycins A2, B2, C2, J. Antibiotics, 20, 1-5.
  6. Hou, Y., Tianero, M. D., Kwan, J. C., Wyche, T. P., Michel, C. R., Ellis, G. A., Vazquez-Rivera, E., Braun, D. R., Rose, W. E., Schmidt, E. W., and Bugni, T. S. (2012) Structure and biosynthesis of the antibiotic bottromycin D, Organic Lett., 14, 5050-5053, https://doi.org/10.1021/ol3022758.
  7. Montalban-Lopez, M., Scott, T. A., Ramesh, S., Rahman, I. R., van Heel, A. J., Viel, J. H., Bandarian, V., Dittmann, E., Genilloud, O., Goto, Y., Grande Burgos, M. J., Hill, C., Kim, S., Koehnke, J., Latham, J. A., Link, A. J., Martinez, B., Nair, S. K., Nicolet, Y., Rebuffat, S., et al. (2021) New developments in RiPP discovery, enzymology and engineering, Nat. Product Rep., 38, 130-239, https://doi.org/10.1039/d0np00027b.
  8. Sowa, S., Masumi, N., Inouye, Y., Nakamura, S., Takesue, Y., and Yokoyama, T. (1991) Susceptibility of methicillin-resistant Staphylococcus aureus clinical isolates to various antimicrobial agents, Hiroshima J. Med. Sci., 40, 137-144.
  9. Shimamura, H., Gouda, H., Nagai, K., Hirose, T., Ichioka, M., Furuya, Y., Kobayashi, Y., Hirono, S., Sunazuka, T., and Omura, S. (2009) Structure determination and total synthesis of bottromycin A2: a potent antibiotic against MRSA and VRE, Angew. Chem. Int. Ed., 48, 914-917, https://doi.org/10.1002/anie.200804138.
  10. Liao, Y. L. (1976) Studies on the new cell line TT-I: viral susceptibility and chromosomal changes related to mycoplasma contamination, Chin. J. Microbiol., 9, 37-44.
  11. Ogata, M., Atobe, H., Kushida, H., and Yamamoto, K. (1971) In vitro sensitivity of mycoplasmas isolated from various animals and sewage to antibiotics and nitrofurans, J. Antibiotics, 24, 443-451, https://doi.org/10.7164/antibiotics.24.443.
  12. Park, S. B., Lee, I. A., Suh, J. W., Kim, J. G., and Lee, C. H. (2011) Screening and identification of antimicrobial compounds from Streptomyces bottropensis suppressing rice bacterial blight, J. Microbiol. Biotechnol., 21, 1236-1242, https://doi.org/10.4014/jmb.1106.06047.
  13. Franz, L., Kazmaier, U., Truman, A. W., and Koehnke, J. (2021) Bottromycins – biosynthesis, synthesis and activity, Nat. Product Rep., 38, 1659-1683, https://doi.org/10.1039/d0np00097c.
  14. Kobayashi, Y., Ichioka, M., Hirose, T., Nagai, K., Matsumoto, A., Matsui, H., Hanaki, H., Masuma, R., Takahashi, Y., Omura, S., and Sunazuka, T. (2010) Bottromycin derivatives: efficient chemical modifications of the ester moiety and evaluation of anti-MRSA and anti-VRE activities, Bioorg. Med. Chem. Lett., 20, 6116-6120, https://doi.org/10.1016/j.bmcl.2010.08.037.
  15. Tanaka, N., Nishimura, T., Nakamura, S., and Umezawa, H. (1966) Biological studies on bottromycin A and its hydrazide, J. Antibiotics, 19, 149-154.
  16. Miller, W. J., Chaiet, L., Rasmussen, G., Christensen, B., Hannah, J., Miller, A. K., and Wolf, F. J. (1968) Bottromycin. Separation of biologically active compounds and preparation and testing of amide derivatives, J. Med. Chem., 11, 746-749, https://doi.org/10.1021/jm00310a603.
  17. Miller, W. J., Wolf, F. J., and Chaiet, L. (1968) A Methobottromycin and Process for Treating Poultry Infections. Individual, USA.
  18. Wolf, F. J., and Miller, W. J. (1972) Amides of Methobottromycin. Merck and Co Inc., USA.
  19. Frost, B. M., Valiant, M. E., and Dulaney, E. L. (1979) Synergism between efrotomycin and bottromycin, J. Antibiotics, 32, 1046-1049, https://doi.org/10.7164/antibiotics.32.1046.
  20. Lerchen, H.-G., Schiffer, G., Brötz-Österhelt, H., Mayer-Bartschmid, A., Eckermann, S., Freiberg, C., Endermann, R., Schuhmacher, J., Meier, H., Svenstrup, N., Seip, S., Gehling, M., and Häbich, D. (2005) Cyclic Iminopeptide Derivatives. Aicuris Gmbh & Co. Kg, Germany.
  21. Yamada, T., Yagita, M., Kobayashi, Y., Sennari, G., Shimamura, H., Matsui, H., Horimatsu, Y., Hanaki, H., Hirose, T., Satoshi, O. M., and Sunazuka, T. (2018) Synthesis and evaluation of antibacterial activity of bottromycins, J. Org. Chem., 83, 7135-7149, https://doi.org/10.1021/acs.joc.8b00045.
  22. Bickel, E., and Kazmaier, U. (2024) Syntheses of bottromycin derivatives via Ugi-reactions and Matteson homologations, Org. Biomol. Chem., 22, 8811-8816, https://doi.org/10.1039/d4ob01373e.
  23. Tanaka, N., Sashikata, K., Yamaguchi, H., and Umezawa, H. (1966) Inhibition of protein synthesis by bottromycin A2 and its hydrazide, J. Biochem., 60, 405-410, https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.jbchem.a128451.
  24. Kinoshita, T., and Tanaka, N. (1970) On the site of action of bottromycin A2, J. Antibiotics, 23, 311-312, https://doi.org/10.7164/antibiotics.23.311.
  25. Lin, Y. C., and Tanaka, N. (1968) Mechanism of action of bottromycin in polypeptide biosynthesis, J. Biochem., 63, 1-7, https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.jbchem.a128735.
  26. Lin, Y. C., Kinoshita, T., and Tanaka, N. (1968) Mechanism of protein synthesis inhibition by bottromycin A2: studies with puromycin, J. Antibiotics, 21, 471-476, https://doi.org/10.7164/antibiotics.21.471.
  27. Pestka, S., and Brot, N. (1971) Studies on the formation of transfer ribonucleic acid-ribosome complexes. XV. Effect of antibiotics on steps of bacterial protien synthesis: some new ribosomal inhibitors of translocation, J. Biol. Chem., 246, 7715-7722, https://doi.org/10.1016/s0021-9258(19)45834-1.
  28. Otaka, T., and Kaji, A. (1981) Mode of action of bottromycin A2: effect on peptide bond formation, FEBS Lett., 123, 173-176, https://doi.org/10.1016/0014-5793(81)80280-3.
  29. Tanaka, N., Lin, Y. C., and Okuyama, A. (1971) Studies on translocation of F-MET-tRNA and peptidyl-tRNA with antibiotics, Biochem. Biophys. Res. Commun., 44, 477-483, https://doi.org/10.1016/0006-291x(71)90626-7.
  30. Otaka, T., and Kaji, A. (1976) Mode of action of bottromycin A2. Release of aminoacyl- or peptidyl-tRNA from ribosomes, J. Biol. Chem., 251, 2299-2306, https://doi.org/10.1016/S0021-9258(17)33586-X.
  31. Otaka, T., and Kaji, A. (1983) Mode of action of bottromycin A2: effect of bottromycin A2 on polysomes, FEBS Lett., 153, 53-59, https://doi.org/10.1016/0014-5793(83)80118-5.
  32. Pestka, S. (1970) Studies on the formation of transfer ribonucleic acid-ribosome complexes. IX. Effect of antibiotics on translocation and peptide bond formation, Arch. Biochem. Biophys., 136, 89-96, https://doi.org/10.1016/0003-9861(70)90330-9.
  33. Cundliffe, E., and McQuillen, K. (1967) Bacterial protein synthesis: the effects of antibiotics, J. Mol. Biol., 30, 137-146, https://doi.org/10.1016/0022-2836(67)90249-5.
  34. Pestka, S. (1972) Studies on transfer ribonucleic acid-ribosome complexes. XIX. Effect of antibiotics on peptidyl puromycin synthesis on polyribosoms from Escherichia coli, J. Biol. Chem., 247, 4669-4678, https://doi.org/10.1016/S0021-9258(19)45039-4.
  35. Chernyshova, A. P., Marina, V. I., Tereshchenkov, A. G., Sagitova, V. E., Kryakvin, M. A., Dagaev, N. D., Yurchenko, E. G., Arzamazova, K. A., Guglya, E. B., Belozerova, O. A., Kovalchuk, S. I., Baranova, M. N., Kudzhaev, A. M., Shikov, A. E., Romanenko, M. N., Chebotar, V. K., Gancheva, M. S., Baganova, M. E., Biryukov, M. V., Panova, T. V., et al. (2025) Insights into the oxydifficidin’s mechanism of action, Preprints, 2025091868, https://doi.org/10.20944/preprints202509.1868.v1.
  36. Volynkina, I. A., Zakalyukina, Y. V., Alferova, V. A., Belik, A. R., Yagoda, D. K., Nikandrova, A. A., Buyuklyan, Y. A., Udalov, A. V., Golovin, E. V., Kryakvin, M. A., Lukianov, D. A., Biryukov, M. V., Sergiev, P. V., Dontsova, O. A., and Osterman, I. A. (2022) Mechanism-based approach to new antibiotic producers screening among actinomycetes in the course of the citizen science project, Antibiotics, 11, 1198, https://doi.org/10.3390/antibiotics11091198.
  37. Liu, J., Nothias, L. F., Dorrestein, P. C., Tahlan, K., and Bignell, D. R. D. (2021) Genomic and metabolomic analysis of the potato common scab pathogen Streptomyces scabiei, ACS Omega, 6, 11474-11487, https://doi.org/10.1021/acsomega.1c00526.
  38. Shapovalova, K. S., Zatonsky, G. V., Razumova, E. A., Ipatova, D. A., Lukianov, D. A., Sergiev, P. V., Grammatikova, N. E., Tikhomirov, A. S., and Shchekotikhin, A. E. (2024) Synthesis and antibacterial activity of new 6″-modified tobramycin derivatives, Antibiotics, 13, 1191, https://doi.org/10.3390/antibiotics13121191.
  39. Wiegand, I., Hilpert, K., and Hancock, R. E. (2008) Agar and broth dilution methods to determine the minimal inhibitory concentration (MIC) of antimicrobial substances, Nat. Protocols, 3, 163-175, https://doi.org/10.1038/nprot.2007.521.
  40. Paranjpe, M. N., Marina, V. I., Grachev, A. A., Maviza, T. P., Tolicheva, O. A., Paleskava, A., Osterman, I. A., Sergiev, P. V., Konevega, A. L., Polikanov, Y. S., and Gagnon, M. G. (2023) Insights into the molecular mechanism of translation inhibition by the ribosome-targeting antibiotic thermorubin, Nucleic Acids Res., 51, 449-462, https://doi.org/10.1093/nar/gkac1189.
  41. Volynkina, I. A., Bychkova, E. N., Karakchieva, A. O., Tikhomirov, A. S., Zatonsky, G. V., Solovieva, S. E., Martynov, M. M., Grammatikova, N. E., Tereshchenkov, A. G., Paleskava, A., Konevega, A. L., Sergiev, P. V., Dontsova, O. A., Osterman, I. A., Shchekotikhin, A. E., and Tevyashova, A. N. (2024) Hybrid molecules of azithromycin with chloramphenicol and metronidazole: synthesis and study of antibacterial properties, Pharmaceuticals (Basel), 17, 187, https://doi.org/10.3390/ph17020187.
  42. Terenin, I. M., Andreev, D. E., Dmitriev, S. E., and Shatsky, I. N. (2013) A novel mechanism of eukaryotic translation initiation that is neither m7G-cap-, nor IRES-dependent, Nucleic Acids Res., 41, 1807-1816, https://doi.org/10.1093/nar/gks1282.
  43. Akulich, K. A., Andreev, D. E., Terenin, I. M., Smirnova, V. V., Anisimova, A. S., Makeeva, D. S., Arkhipova, V. I., Stolboushkina, E. A., Garber, M. B., Prokofjeva, M. M., Spirin, P. V., Prassolov, V. S., Shatsky, I. N., and Dmitriev, S. E. (2016) Four translation initiation pathways employed by the leaderless mRNA in eukaryotes, Sci. Rep., 6, 37905, https://doi.org/10.1038/srep37905.
  44. Prokhorova, I. V., Akulich, K. A., Makeeva, D. S., Osterman, I. A., Skvortsov, D. A., Sergiev, P. V., Dontsova, O. A., Yusupova, G., Yusupov, M. M., and Dmitriev, S. E. (2016) Amicoumacin A induces cancer cell death by targeting the eukaryotic ribosome, Sci. Rep., 6, 27720, https://doi.org/10.1038/srep27720.
  45. Osterman, I. A., Prokhorova, I. V., Sysoev, V. O., Boykova, Y. V., Efremenkova, O. V., Svetlov, M. S., Kolb, V. A., Bogdanov, A. A., Sergiev, P. V., and Dontsova, O. A. (2012) Attenuation-based dual-fluorescent-protein reporter for screening translation inhibitors, Antimicrob. Agents Chemother., 56, 1774-1783, https://doi.org/10.1128/AAC.05395-11.
  46. Orelle, C., Szal, T., Klepacki, D., Shaw, K. J., Vazquez-Laslop, N., and Mankin, A. S. (2013) Identifying the targets of aminoacyl-tRNA synthetase inhibitors by primer extension inhibition, Nucleic Acids Res., 41, e144, https://doi.org/10.1093/nar/gkt526.
  47. Andreev, D., Hauryliuk, V., Terenin, I., Dmitriev, S., Ehrenberg, M., and Shatsky, I. (2008) The bacterial toxin RelE induces specific mRNA cleavage in the A site of the eukaryote ribosome, RNA, 14, 233-239, https://doi.org/10.1261/rna.693208.
  48. Kabilov, M. R., Komarova, E. S., Pichkur, E. B., Zotova, P. A., Kasatsky, P. S., Volynkina, I. A., Tupikin, A. E., Pavlova, J. A., Lukianov, D. A., Osterman, I. A., Pyshniy, D. V., Paleskava, A., Bogdanov, A. A., Dontsova, O. A., Konevega, A. L., and Sergiev, P. V. (2024) Context specificity of translation inhibitors revealed by toe-seq, Res. Square, https://doi.org/10.21203/rs.3.rs-3832009/v1.
  49. Cashel, M. (1969) The control of ribonucleic acid synthesis in Escherichia coli. IV. Relevance of unusual phosphorylated compounds from amino acid-starved stringent strains, J. Biol. Chem., 244, 3133-3141, https://doi.org/10.1016/S0021-9258(18)93106-6.
  50. Jain, I., Kolesnik, M., Kuznedelov, K., Minakhin, L., Morozova, N., Shiriaeva, A., Kirillov, A., Medvedeva, S., Livenskyi, A., Kazieva, L., Makarova, K. S., Koonin, E. V., Borukhov, S., Severinov, K., and Semenova, E. (2024) tRNA anticodon cleavage by target-activated CRISPR-Cas13a effector, Sci. Adv., 10, eadl0164, https://doi.org/10.1126/sciadv.adl0164.
  51. Paleskava, A., Maksimova, E. M., Vinogradova, D. S., Kasatsky, P. S., Kirillov, S. V., and Konevega, A. L. (2021) Differential contribution of protein factors and 70S ribosome to elongation, Int. J. Mol. Sci., 22, 9614, https://doi.org/10.3390/ijms22179614.
  52. Tolicheva, O. A., Bidzhieva, M. S., Kasatskiy, P. S., Marina, V. I., Sergiev, P. V., Konevega, A. L., and Paleskava, A. (2024) Separation of short fluorescently labeled peptides by gel electrophoresis for an in vitro translation study, Nanobiotechnol. Rep., 19, 423-431, https://doi.org/10.1134/S263516762460127X.
  53. Takada, H., Crowe-McAuliffe, C., Polte, C., Sidorova, Z. Y., Murina, V., Atkinson, G. C., Konevega, A. L., Ignatova, Z., Wilson, D. N., and Hauryliuk, V. (2021) RqcH and RqcP catalyze processive poly-alanine synthesis in a reconstituted ribosome-associated quality control system, Nucleic Acids Res., 49, 8355-8369, https://doi.org/10.1093/nar/gkab589.
  54. Milon, P., Konevega, A. L., Peske, F., Fabbretti, A., Gualerzi, C. O., and Rodnina, M. V. (2007) Transient kinetics, fluorescence, and FRET in studies of initiation of translation in bacteria, Methods Enzymol., 430, 1-30, https://doi.org/10.1016/S0076-6879(07)30001-3.
  55. Marina, V. I., Bidzhieva, M., Tereshchenkov, A. G., Orekhov, D., Sagitova, V. E., Sumbatyan, N. V., Tashlitsky, V. N., Ferberg, A. S., Maviza, T. P., Kasatsky, P., Tolicheva, O., Paleskava, A., Polshakov, V. I., Osterman, I. A., Dontsova, O. A., Konevega, A. L., and Sergiev, P. V. (2024) An easy tool to monitor the elemental steps of in vitro translation via gel electrophoresis of fluorescently labeled small peptides, RNA, 30, 298-307,https://doi.org/10.1261/rna.079766.123.
  56. Osterman, I. A., Wieland, M., Maviza, T. P., Lashkevich, K. A., Lukianov, D. A., Komarova, E. S., Zakalyukina, Y. V., Buschauer, R., Shiriaev, D. I., Leyn, S. A., Zlamal, J. E., Biryukov, M. V., Skvortsov, D. A., Tashlitsky, V. N., Polshakov, V. I., Cheng, J., Polikanov, Y. S., Bogdanov, A. A., Osterman, A. L., Dmitriev, S. E., et al. (2020) Tetracenomycin X inhibits translation by binding within the ribosomal exit tunnel, Nat. Chem. Biol., 16, 1071-1077, https://doi.org/10.1038/s41589-020-0578-x.
  57. Batool, Z., Pavlova, J. A., Paranjpe, M. N., Tereshchenkov, A. G., Lukianov, D. A., Osterman, I. A., Bogdanov, A. A., Sumbatyan, N. V., and Polikanov, Y. S. (2024) Berberine analog of chloramphenicol exhibits a distinct mode of action and unveils ribosome plasticity, Structure, 32, 1429-1442.e1426, https://doi.org/10.1016/j.str.2024.06.013.
  58. Pichkur, E. B., Paleskava, A., Tereshchenkov, A. G., Kasatsky, P., Komarova, E. S., Shiriaev, D. I., Bogdanov, A. A., Dontsova, O. A., Osterman, I. A., Sergiev, P. V., Polikanov, Y. S., Myasnikov, A. G., and Konevega, A. L. (2020) Insights into the improved macrolide inhibitory activity from the high-resolution cryo-EM structure of dirithromycin bound to the E. coli 70S ribosome, RNA, 26, 715-723, https://doi.org/10.1261/rna.073817.119.
  59. Grossman, T. H., Starosta, A. L., Fyfe, C., O’Brien, W., Rothstein, D. M., Mikolajka, A., Wilson, D. N., and Sutcliffe, J. A. (2012) Target- and resistance-based mechanistic studies with TP-434, a novel fluorocycline antibiotic, Antimicrob. Agents Chemotherapy, 56, 2559-2564, https://doi.org/10.1128/AAC.06187-11.
  60. Osterman, I. A., Khabibullina, N. F., Komarova, E. S., Kasatsky, P., Kartsev, V. G., Bogdanov, A. A., Dontsova, O. A., Konevega, A. L., Sergiev, P. V., and Polikanov, Y. S. (2017) Madumycin II inhibits peptide bond formation by forcing the peptidyl transferase center into an inactive state, Nucleic Acids Res., 45, 7507-7514, https://doi.org/10.1093/nar/gkx413.
  61. Weisblum, B., and Demohn, V. (1969) Erythromycin-inducible resistance in Staphylococcus aureus: survey of antibiotic classes involved, J. Bacteriol., 98, 447-452, https://doi.org/10.1128/jb.98.2.447-452.1969.
  62. Long, K. S., Poehlsgaard, J., Kehrenberg, C., Schwarz, S., and Vester, B. (2006) The Cfr rRNA methyltransferase confers resistance to phenicols, lincosamides, oxazolidinones, pleuromutilins, and streptogramin A antibiotics, Antimicrob. Agents Chemotherapy, 50, 2500-2505, https://doi.org/10.1128/AAC.00131-06.
  63. Pavlova, J. A., Khairullina, Z. Z., Tereshchenkov, A. G., Nazarov, P. A., Lukianov, D. A., Volynkina, I. A., Skvortsov, D. A., Makarov, G. I., Abad, E., Murayama, S. Y., Kajiwara, S., Paleskava, A., Konevega, A. L., Antonenko, Y. N., Lyakhovich, A., Osterman, I. A., Bogdanov, A. A., and Sumbatyan, N. V. (2021) Triphenilphosphonium analogs of chloramphenicol as dual-acting antimicrobial and antiproliferating agents, Antibiotics, 10, 489, https://doi.org/10.3390/antibiotics10050489.
  64. Wilson, D. N. (2009) The A-Z of bacterial translation inhibitors, Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol., 44, 393-433, https://doi.org/10.3109/10409230903307311.
  65. Orelle, C., Carlson, S., Kaushal, B., Almutairi, M. M., Liu, H., Ochabowicz, A., Quan, S., Pham, V. C., Squires, C. L., Murphy, B. T., and Mankin, A. S. (2013) Tools for characterizing bacterial protein synthesis inhibitors, Antimicrob. Agents Chemother., 57, 5994-6004, https://doi.org/10.1128/AAC.01673-13.
  66. O’Shea, J. P., Chou, M. F., Quader, S. A., Ryan, J. K., Church, G. M., and Schwartz, D. (2013) pLogo: a probabilistic approach to visualizing sequence motifs, Nat. Methods, 10, 1211-1212, https://doi.org/10.1038/nmeth.2646.
  67. Gonzalez de Valdivia, E. I., and Isaksson, L. A. (2004) A codon window in mRNA downstream of the initiation codon where NGG codons give strongly reduced gene expression in Escherichia coli, Nucleic Acids Res., 32, 5198-5205, https://doi.org/10.1093/nar/gkh857.
  68. Osterman, I. A., Chervontseva, Z. S., Evfratov, S. A., Sorokina, A. V., Rodin, V. A., Rubtsova, M. P., Komarova, E. S., Zatsepin, T. S., Kabilov, M. R., Bogdanov, A. A., Gelfand, M. S., Dontsova, O. A., and Sergiev, P. V. (2020) Translation at first sight: the influence of leading codons, Nucleic Acids Res., 48, 6931-6942, https://doi.org/10.1093/nar/gkaa430.
  69. Johansson, M., Ieong, K. W., Trobro, S., Strazewski, P., Aqvist, J., Pavlov, M. Y., and Ehrenberg, M. (2011) pH-sensitivity of the ribosomal peptidyl transfer reaction dependent on the identity of the A-site aminoacyl-tRNA, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 108, 79-84, https://doi.org/10.1073/pnas.1012612107.
  70. Vang Nielsen, S., Turnbull, K. J., Roghanian, M., Baerentsen, R., Semanjski, M., Brodersen, D. E., Macek, B., and Gerdes, K. (2019) Serine-threonine kinases encoded by Split hipA homologs inhibit tryptophanyl-tRNA synthetase, mBio, 10, e01138-01119, https://doi.org/10.1128/mBio.01138-19.
  71. Piskunova, J., Maisonneuve, E., Germain, E., Gerdes, K., and Severinov, K. (2017) Peptide-nucleotide antibiotic Microcin C is a potent inducer of stringent response and persistence in both sensitive and producing cells, Mol. Microbiol., 104, 463-471, https://doi.org/10.1111/mmi.13640.
  72. Kudrin, P., Varik, V., Oliveira, S. R., Beljantseva, J., Del Peso Santos, T., Dzhygyr, I., Rejman, D., Cava, F., Tenson, T., and Hauryliuk, V. (2017) Subinhibitory concentrations of bacteriostatic antibiotics induce relA-dependent and rela-independent tolerance to beta-lactams, Antimicrob. Agents Chemotherapy, 61, e02173-02116, https://doi.org/10.1128/AAC.02173-16.
  73. Ovchinnikov, S. V., Bikmetov, D., Livenskyi, A., Serebryakova, M., Wilcox, B., Mangano, K., Shiriaev, D. I., Osterman, I. A., Sergiev, P. V., Borukhov, S., Vazquez-Laslop, N., Mankin, A. S., Severinov, K., and Dubiley, S. (2020) Mechanism of translation inhibition by type II GNAT toxin AtaT2, Nucleic Acids Res., 48, 8617-8625, https://doi.org/10.1093/nar/gkaa551.
  74. Haseltine, W. A., and Block, R. (1973) Synthesis of guanosine tetra- and pentaphosphate requires the presence of a codon-specific, uncharged transfer ribonucleic acid in the acceptor site of ribosomes, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 70, 1564-1568, https://doi.org/10.1073/pnas.70.5.1564.
  75. Sinha, A. K., and Winther, K. S. (2021) The RelA hydrolase domain acts as a molecular switch for (p)ppGpp synthesis, Commun. Biol., 4, 434, https://doi.org/10.1038/s42003-021-01963-z.
  76. Hauryliuk, V., Atkinson, G. C., Murakami, K. S., Tenson, T., and Gerdes, K. (2015) Recent functional insights into the role of (p)ppGpp in bacterial physiology, Nat. Rev. Microbiol., 13, 298-309, https://doi.org/10.1038/nrmicro3448.
  77. Dabrowska, G., Prusinska, J., and Goc, A. (2006) The stringent response – bacterial mechanism of an adaptive stress response [in Russian], Postepy Biochem., 52, 87-93.
  78. Potrykus, K., and Cashel, M. (2008) (p)ppGpp: still magical? Annu. Rev. Microbiol., 62, 35-51, https://doi.org/10.1146/annurev.micro.62.081307.162903.
  79. Urwin, L., Savva, O., and Corrigan, R. M. (2024) Microbial primer: what is the stringent response and how does it allow bacteria to survive stress? Microbiology, 170, 001483, https://doi.org/10.1099/mic.0.001483.
  80. Metlitskaya, A., Kazakov, T., Kommer, A., Pavlova, O., Praetorius-Ibba, M., Ibba, M., Krasheninnikov, I., Kolb, V., Khmel, I., and Severinov, K. (2006) Aspartyl-tRNA synthetase is the target of peptide nucleotide antibiotic Microcin C, J. Biol. Chem., 281, 18033-18042, https://doi.org/10.1074/jbc.M513174200.
  81. Hughes, J., and Mellows, G. (1978) Inhibition of isoleucyl-transfer ribonucleic acid synthetase in Escherichia coli by pseudomonic acid, Biochem. J., 176, 305-318, https://doi.org/10.1042/bj1760305.
  82. Bikmetov, D., Hall, A. M. J., Livenskyi, A., Gollan, B., Ovchinnikov, S., Gilep, K., Kim, J. Y., Larrouy-Maumus, G., Zgoda, V., Borukhov, S., Severinov, K., Helaine, S., and Dubiley, S. (2022) GNAT toxins evolve toward narrow tRNA target specificities, Nucleic Acids Res., 50, 5807-5817, https://doi.org/10.1093/nar/gkac356.
  83. Giuliodori, A. M., Spurio, R., Milon, P., and Fabbretti, A. (2018) Antibiotics targeting the 30S ribosomal subunit: a lesson from nature to find and develop new drugs, Curr. Top. Med. Chem., 18, 2080-2096, https://doi.org/10.2174/1568026618666181025092546.
  84. Manickam, N., Joshi, K., Bhatt, M. J., and Farabaugh, P. J. (2016) Effects of tRNA modification on translational accuracy depend on intrinsic codon-anticodon strength, Nucleic Acids Res., 44, 1871-1881, https://doi.org/10.1093/nar/gkv1506.
  85. Campbell, E. A., Korzheva, N., Mustaev, A., Murakami, K., Nair, S., Goldfarb, A., and Darst, S. A. (2001) Structural mechanism for rifampicin inhibition of bacterial RNA polymerase, Cell, 104, 901-912, https://doi.org/10.1016/s0092-8674(01)00286-0.
  86. Pedersen, K., Zavialov, A. V., Pavlov, M. Y., Elf, J., Gerdes, K., and Ehrenberg, M. (2003) The bacterial toxin RelE displays codon-specific cleavage of mRNAs in the ribosomal A site, Cell, 112, 131-140, https://doi.org/10.1016/s0092-8674(02)01248-5.
  87. Rodnina, M. V. (2018) Translation in prokaryotes, Cold Spring Harb. Perspect. Biol., 10, a032664, https://doi.org/10.1101/cshperspect.a032664.
  88. Walter, J. D., Hunter, M., Cobb, M., Traeger, G., and Spiegel, P. C. (2012) Thiostrepton inhibits stable 70S ribosome binding and ribosome-dependent GTPase activation of elongation factor G and elongation factor 4, Nucleic AcidsRes., 40, 360-370, https://doi.org/10.1093/nar/gkr623.
  89. Bailly, C. (2022) The bacterial thiopeptide thiostrepton. An update of its mode of action, pharmacological properties and applications, Eur. J. Pharmacol., 914, 174661, https://doi.org/10.1016/j.ejphar.2021.174661.
  90. Cvetesic, N., and Gruic-Sovulj, I. (2017) Synthetic and editing reactions of aminoacyl-tRNA synthetases using cognate and non-cognate amino acid substrates, Methods, 113, 13-26, https://doi.org/10.1016/j.ymeth.2016.09.015.
  91. Pape, T., Wintermeyer, W., and Rodnina, M. V. (1998) Complete kinetic mechanism of elongation factor Tudependent binding of aminoacyl-tRNA to the A site of the E. coli ribosome, EMBO J., 17, 7490-7497, https://doi.org/10.1093/emboj/17.24.7490.
  92. Scarano, G., Krab, I. M., Bocchini, V., and Parmeggiani, A. (1995) Relevance of histidine-84 in the elongation factor Tu GTPase activity and in poly(Phe) synthesis: its substitution by glutamine and alanine, FEBS Lett., 365, 214-218, https://doi.org/10.1016/0014-5793(95)00469-p.
  93. Rodnina, M. V., Fricke, R., Kuhn, L., and Wintermeyer, W. (1995) Codon-dependent conformational change of elongation factor Tu preceding GTP hydrolysis on the ribosome, EMBO J., 14, 2613-2619, https://doi.org/10.1002/j.1460-2075.1995.tb07259.x.
  94. Parmeggiani, A., and Swart, G. W. (1985) Mechanism of action of kirromycin-like antibiotics, Annu. Rev. Microbiol., 39, 557-577, https://doi.org/10.1146/annurev.mi.39.100185.003013.
  95. Prezioso, S. M., Brown, N. E., and Goldberg, J. B. (2017) Elfamycins: inhibitors of elongation factor-Tu, Mol. Microbiol., 106, 22-34, https://doi.org/10.1111/mmi.13750.
  96. Parmeggiani, A., Krab, I. M., Watanabe, T., Nielsen, R. C., Dahlberg, C., Nyborg, J., and Nissen, P. (2006) Enacyloxin IIa pinpoints a binding pocket of elongation factor Tu for development of novel antibiotics, J. Biol. Chem., 281, 2893-2900, https://doi.org/10.1074/jbc.m505951200.
  97. Li, L. H., Timmins, L. G., Wallace, T. L., Krueger, W. C., Prairie, M. D., and Im, W. B. (1984) Mechanism of action of didemnin B, a depsipeptide from the sea, Cancer Lett., 23, 279-288, https://doi.org/10.1016/0304-3835(84)90095-8.
  98. Carelli, J. D., Sethofer, S. G., Smith, G. A., Miller, H. R., Simard, J. L., Merrick, W. C., Jain, R. K., Ross, N. T., and Taunton, J. (2015) Ternatin and improved synthetic variants kill cancer cells by targeting the elongation factor-1A ternary complex, Elife, 4, e10222, https://doi.org/10.7554/elife.10222.
  99. Schmeing, T. M., Voorhees, R. M., Kelley, A. C., Gao, Y. G., Murphy, F. V. 4th, Weir, J. R., and Ramakrishnan, V. (2009) The crystal structure of the ribosome bound to EF-Tu and aminoacyl-tRNA, Science, 326, 688-694, https://doi.org/10.1126/science.1179700.
  100. Fischer, N., Neumann, P., Konevega, A. L., Bock, L. V., Ficner, R., Rodnina, M. V., and Stark, H. (2015) Structure of the E. coli ribosome-EF-Tu complex at <3 Å resolution by Cs-corrected cryo-EM, Nature, 520, 567-570, https://doi.org/10.1038/nature14275.
  101. Shao, S., Murray, J., Brown, A., Taunton, J., Ramakrishnan, V., and Hegde, R. S. (2016) Decoding mammalian ribosome-mRNA states by translational GTPase complexes, Cell, 167, 1229-1240.e1215, https://doi.org/10.1016/j.cell.2016.10.046.
  102. Juette, M. F., Carelli, J. D., Rundlet, E. J., Brown, A., Shao, S., Ferguson, A., Wasserman, M. R., Holm, M., Taunton, J., and Blanchard, S. C. (2022) Didemnin B and ternatin-4 differentially inhibit conformational changes in eEF1A required for aminoacyl-tRNA accommodation into mammalian ribosomes, Elife, 11, e81608, https://doi.org/10.7554/elife.81608.
  103. Travin, D. Y., Basu, R. S., Paranjpe, M. N., Klepacki, D., Zhurakovskaya, A. I., Vázquez-Laslop, N., Mankin, A. S., Polikanov, Y. S., and Gagnon, M. G. (2025) Sequence-specific trapping of EF-Tu/glycyl-tRNA complex on the ribosome by bottromycin, bioRxiv, https://doi.org/10.1101/2025.08.17.670399.
  104. Zaytsev, K., Bogatyreva, N., and Fedorov, A. (2024) Link between individual codon frequencies and protein expression: going beyond codon adaptation index, Int. J. Mol. Sci., 25, 11622, https://doi.org/10.3390/ijms252111622.
  105. Dong, H., Nilsson, L., and Kurland, C. G. (1996) Co-variation of tRNA abundance and codon usage in Escherichia coli at different growth rates, J. Mol. Biol., 260, 649-663, https://doi.org/10.1006/jmbi.1996.0428.
  106. Rodnina, M. V. (2016) The ribosome in action: tuning of translational efficiency and protein folding, Protein Sci., 25, 1390-1406, https://doi.org/10.1002/pro.2950.
  107. Kurata, S., Weixlbaumer, A., Ohtsuki, T., Shimazaki, T., Wada, T., Kirino, Y., Takai, K., Watanabe, K., Ramakrishnan, V., and Suzuki, T. (2008) Modified uridines with C5-methylene substituents at the first position of the tRNA anticodon stabilize U•G wobble pairing during decoding, J. Biol. Chem., 283, 18801-18811, https://doi.org/10.1074/jbc.M800233200.
  108. Choi, J., Marks, J., Zhang, J., Chen, D. H., Wang, J., Vazquez-Laslop, N., Mankin, A. S., and Puglisi, J. D. (2020) Dynamics of the context-specific translation arrest by chloramphenicol and linezolid, Nat. Chem. Biol., 16, 310-317, https://doi.org/10.1038/s41589-019-0423-2.
  109. Vior, N. M., Cea-Torrescassana, E., Eyles, T. H., Chandra, G., and Truman, A. W. (2020) Regulation of bottromycin biosynthesis involves an internal transcriptional start site and a cluster-situated modulator, Front. Microbiol., 11, 495, https://doi.org/10.3389/fmicb.2020.00495.
  110. Sikandar, A., Franz, L., Adam, S., Santos-Aberturas, J., Horbal, L., Luzhetskyy, A., Truman, A. W., Kalinina, O. V., and Koehnke, J. (2020) The bottromycin epimerase BotH defines a group of atypical alpha/beta-hydrolase-fold enzymes, Nat. Chem. Biol., 16, 1013-1018, https://doi.org/10.1038/s41589-020-0569-y.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Российская академия наук, 2025

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».