Пищевая и потенциальная лечебно-профилактическая ценность овариальной жидкости сибирского осетра (Acipenser baerii) и стерляди (Acipenser ruthenus)

Полный текст

Овариальная жидкость (ОЖ) — тканевая жидкость яичников самок яйцекладущих животных. У рыб ОЖ, называемая также икорным золем, выполняет функции транспорта веществ для формирования яйцеклеток (икринок), запасающих питательные вещества для будущих эмбрионов [1], а также создания условий для успешного оплодотворения икринок при нересте [2]. Соответственно, чем более питательно ценна икра рыбы, тем более логично ожидать высокую пищевую ценность ОЖ, через которую постоянно происходит диффузия питательных веществ между кровью и икринками.

В настоящее время овариальная жидкость является вторичным продуктом аквакультуры ряда видов рыб, прежде всего осетровых, однако область применения его крайне ограниченна [3]. Некоторые производители косметики (например, MIRRA) включают ОЖ осетровых рыб в свои наружные средства на водной основе — лосьоны, сыворотки (https://mirra-lux-shop.ru/mirra-lines/caviar/manufacturer/mirra?ysclid=lwysonp9zc478663478). Однако анализ состава данных средств показывает, что ОЖ является далеко не ключевой составляющей; в составе имеются такие распространенные косметические компоненты, как масла кунжута и амаранта, сок алоэ и др., а ОЖ, по-видимому, добавляется с формальной целью включения продуктов в линейку продукции, в которой уже есть средства на основе бесспорно эффективной липидной фракции икры осетровых [4].

По результатам собственной оценки авторов при отборе образцов, половозрелая самка сибирского осетра (Acipenser baerii) содержит не менее 0.7 л, а стерляди (Acipenser ruthenus) — ок. 0.5 л ОЖ. При получении икры у половозрелой самки почти весь этот объем выходит вместе с икрой и, как правило, выбрасывается [5]. Осетровые являются одним из ключевых сегментов аквакультуры России: в 2021 г. объем выращивания составил 6.2 тыс. т (по данным Росрыболовства: https://fish.gov.ru/news/2022/02/09/obem-proizvodstva-akvakultury-v-rossii-vyros-na-85-do-357-tys-tonn/). Таким образом, потенциальный общий объем ОЖ, который можно получать из аквакультуры осетровых России, составляет с учетом веса половозрелых рыб 0.24 млн л/год в пересчете на осетра или 2.1 млн л/год в пересчете на стерлядь (согласно маркетинговому исследованию Агентства предпринимательского роста: https://investvolga.volgograd.ru/upload/docs/МИ%20Осетровая%20рыба%20.pdf). Производство премиальной косметической продукции, где ОЖ не является ключевым компонентом, не способно переработать значимую долю таких объемов.

Мировой рынок биологически активных добавок к пище (БАД) в 2022 г. составил 220.3 млрд долларов. При этом, согласно маркетинговым исследованиям, 76% потребителей предпочитают употреблять БАД из полностью натуральных компонентов [6]. Логично ожидать высокую пищевую ценность ОЖ осетровых, что делает перспективным исследование пищевой и, возможно, лечебно-профилактической ценности ОЖ распространенных в аквакультуре России видов семейства осетровые — сибирского осетра и стерляди. Если имеет место существенная пищевая и/или потенциальная лечебно-профилактическая ценность ОЖ, можно будет существенно увеличить прибыльность выращивания осетровых за счет получения дополнительного ценного продукта, а также расширить ассортимент натуральных БАД на рынке.

МЕТОДИКА

Образцы овариальной жидкости. На производственной базе ООО «ИБМХ-ЭкоБиоТех» (Тверская обл., Россия), пластиковыми пипетками было отобрано по 5 образцов (объемом по 300 мл) ОЖ половозрелых самок сибирского осетра и стерляди. Образцы помещали в короб из пенопласта с сухим льдом и в нем транспортировали в лабораторию. В лаборатории образцы центрифугировали при ускорении 2500 g в течение 15 мин для отделения от твердых примесей, затем надосадочную жидкость отбирали и хранили при –80°C до дальнейшей обработки.

Для исследования химического состава образцы ОЖ подвергали лиофильной (сублимационной) сушке в лабораторном сублиматоре СБ 3 (“СХ Техника”, Россия) в ранее подобранном режиме [7]: сушка при –35°C в течение 24 ч и досушка при 30°C в течение 5 ч.

Исследование базового химического состава. Содержание воды в образцах ОЖ определяли как долю потерянной массы образца при сушке плюс остаточную влажность высушенного образца; последнюю определяли методом волюмометрического титрования Карла Фишера на автоматическом титраторе DL31 (“Mettler Toledo”, Швейцария) и пересчитывали по исходному весу образца.

Содержание общего белка в высушенных образцах ОЖ определяли по содержанию общего азота (умножали на коэффициент 6.25); последний определяли методом Къельдаля на полуавтоматическом анализаторе Kjeltec System 1002 (“Tecator”, Швеция).

Содержание общего жира в высушенных образцах ОЖ определяли на автоматическом экстракторе SER148 (“VELP Scientifica”, Италия). Из навески образца (1 г) жир экстрагировали в 150 мл смеси ацетона и хлороформа (в соотношении 1 : 1 об./об.) в течение 90 мин, затем выпаривали растворители под вакуумом и взвешивали экстракт.

Содержание минеральных веществ (золы) определяли путем сжигания высушенной навески в муфельной печи при 600°C до постоянной массы.

Исследование аминокислотного состава. Аминокислотный состав белка высушенных образцов ОЖ определяли методом ВЭЖХ по адаптированной ранее опубликованной методике [8]. Для этого проводили гидролиз образцов (50 мг в 500 мкл 6 М HCl) в ампулах под вакуумом в течение 24 ч при 110°C, затем ампулы вскрывали, содержимое высушивали под вакуумом и растворяли в 50 мкл 0.1 М HCl. Далее проводили дериватизацию аминокислот: к раствору добавляли 1 мл метанольного раствора о-фталевого альдегида (концентрация 50 г/л), добавляли 9 мл 100 мМ боратного буфера (pH 10.2) и оставляли на 5 мин при комнатной температуре. Хроматографическое разделение и анализ аминокислот выполняли на хроматографе серии 1200 (“Agilent”, США) с УФ-детектором на диодной матрице, используя колонку Zorbax Eclipse AAA (“Agilent”, США). Длина колонки — 150 мм, диаметр — 4.6 мм, размер частиц — 5 мкм. В качестве подвижной фазы использовали смешанные в различных соотношениях фосфатный буфер (40 мМ, pH 7.8) (раствор А) и 80%-ный водный раствор ацетонитрила (раствор Б). Анализируемые растворы элюировали со скоростью 1 мл/мин с градиентом раствора Б в 5 этапов: 16 мин от 2 до 12% раствора Б (объемная доля в смеси), затем 18 мин до 36% раствора Б, 2 мин до 63% раствора Б; далее промывание 3 мин 63% раствором Б и уравновешивание 2 мин 2% раствором Б. Концентрации аминокислот измеряли ко калибровке площадей соответствующих пиков, используя стандарты производства Agilent, и пересчитывали их на содержание белка в образцах ОЖ по сухому весу.

Определение содержания витаминов. Содержание витаминов C, B₁, B₂, B₃ (PP) и B₆ в высушенных образцах ОЖ определяли одновременно методом ВЭЖХ [9] на хроматографе серии 1200 (“Agilent”, США) с УФ-детектором на диодной матрице. В качестве неподвижной фазы использовали гидрофильную колонку с электрофильно-нуклеофильным наконечником Pro C18 (“YMC-Pack”, Япония). Длина колонки — 250 мм, диаметр — 4,6 мм, размер частиц — 5 мкм. Сначала 0.5 г образца смешивали с 10 мл очищенной (дистиллированной и дополнительно очищенной от органики адсорбционным методом) воды и 1 мл 2 М NaOH, интенсивно встряхивали, после чего добавляли 12.5 мл фосфатного буфера (1 М, pH 5.5), доводили до объема 25 мл и фильтровали через нитроцеллюлозный мембранный фильтр Millipore (“Merck”, Германия) с размером пор 0.22 мкм.

Аналогичным образом готовили растворы стандартных образцов витаминов для калибровки. В качестве подвижной фазы использовали смешанные в различных соотношениях 0.025%-ный раствор трифторуксусной кислоты (раствор А) и ацетонитрил (раствор Б). Анализируемые растворы элюировали со скоростью 0.8 л/мин с градиентом раствора Б в 3 этапа: 5 мин без раствора Б (изократический режим), 6 мин до 25% раствора Б, затем 8 мин до 40% раствора Б. Последовательно определяли оптическую плотность при 275 нм для витаминов B₁ (время удержания 3.8 мин), C (6.4 мин), B₃ (PP) (7.5 мин), B₆ (11.0 мин), B₂ (16.0 мин). Концентрацию витаминов измеряли по калибровке площадей соответствующих пиков, используя стандарты производства Agilent, и пересчитывали их на содержание в образцах ОЖ по сухому весу.

Определение содержания макро- и микроэлементов. Содержание макроэлементов (Na, K, Ca, Mg) и микроэлементов (Fe, Cu, Mn, Zn, Cr) в высушенных образцах ОЖ определяли методом масс-спектрометрии на индуктивно-связанной плазме (ИСП-МС) по адаптированной ранее опубликованной методике [10]. Сначала 0.25 г образца заливали концентрированной HNO₃ и инкубировали при 78°C в течение 8 ч, после чего инкубировали при комнатной температуре в течение 8 ч. Аликвоты отбирали по 0.5 мл, разбавляли в 12 раз и измеряли концентрации ионов металлов на масс-спектрометре 7500ce (“Agilent”, США) по калибровкам, полученным по стандартным образцам соответствующих металлов. Значения пересчитывали на содержание в образцах ОЖ по сухому весу.

Протеомный анализ. Из образцов нативной ОЖ (20 мкл; до сушки) экстрагировали белки смесью хлороформа и метанола (2: 1 об./об.), затем проводили ферментативный гидролиз белков трипсином с последующей центрифужной фильтрацией, как описано в работе [11].

Протеомный анализ образцов осуществляли с помощью оборудования центра коллективного пользования «Протеом человека» (ИБМХ, Москва, Россия), а именно хроматографической ВЭЖХ-системы Ultimate 3000 RSLCnano (“Thermo Scientific”, США), соединенной с масс-спектрометром Q-exactive HFX (“Thermo Scientific”, США). Пептидную смесь (1 мкг) загружали на обогащающую колонку Thermo Scientific Acclaim µ-Precolumn (длина 3 мм, диаметр 0,5 мм, размер частиц 5 мкм) при потоке 10 мкл/мин в течение 4 мин в изографическом режиме с использованием подвижной фазы состава 2% — ацетонитрил, 98% — 0.1%-ный (исходно) раствор муравьиной кислоты в деионизованной воде. Далее пептиды разделяли на ВЭЖХ-колонке Acclaim Pepmap C18 (длина 150 мм, диаметр 75 мкм, размер частиц 2 мкм; “Thermo Scientific”, США). В качестве подвижной фазы использовали смешанные в различных соотношениях 0.1%-ный раствор муравьиной кислоты в деионизованной воде (раствор А) и смесь, состоящую из 80% ацетонитрила и 20% 0.1%-ного раствора муравьиной кислоты в деионизованной воде (раствор Б). Разделение производили при скорости потока 0.3 мкл/мин в 6 этапов: 1) 4 мин промывка смесью, содержащей 98% раствора А и 2% раствора Б; 2) 90 мин разделение в градиенте раствора Б до 35%; 3) 10 мин разделение в градиенте раствора Б до 99%; 4) 10 мин промывка смесью, содержащей 1% раствора А и 99% раствора Б; 5) 6 мин разделение в отрицательном градиенте раствора Б до 2%; 6) 10 мин уравновешивание смесью, содержащей 98% раствора А и 2% раствора Б.

Масс-спектрометрический анализ проводили на масс-спектрометре Q-exactive HFX в режиме положительной ионизации с использованием источника NESI (“Thermo Scientific”, США). Для масс-спектрометрического анализа были установлены следующие параметры настроек: напряжение на эмиттере 2.1 кВ, температура капилляра 240°C. Панорамное сканирование проводили в диапазоне соотношений масса/заряд (m/z) от 300 до 1500 при разрешении 120000. При тандемном сканировании разрешение устанавливали 15000 в диапазоне m/z от 100 до верхней границы, которая определяется автоматически исходя из массы прекурсора, но не более 2000. Изоляцию прекурсорных ионов проводили в окне ±1 Да. Максимальное число разрешенных для изоляции ионов в режиме MS2 было установлено не более 40, при этом граница отсечения для выбора прекурсора для тандемного анализа была установлена как 50000 единиц, а нормализованная энергия соударения (NCE) равнялась 29. Для тандемного сканирования учитывали только ионы от z = 2+ до z = 6+ по зарядному состоянию. Максимальное время накопления для прекурсорных ионов составило 50 мс, для фрагментных ионов 110 мс. Величину AGC для прекурсоров и фрагментных ионов устанавливали 1 × 10⁶ и 2 × 10⁵ соответственно. Все измеренные прекурсоры динамически исключали из тандемного MS/MS-анализа на 90 с.

Обработку масс-спектров и идентификацию пептидов проводили с помощью программы SearchGUI v.3.3.1 при достоверности соответствия структуры, соответствующей уровню значимости p < 0.05. Идентификацию белков по характеристическим пептидам проводили с использованием базы данных UniProt Release 2020_05 по рыбам семейства осетровые (Sturgeon, Acipenser). Для поиска были заданы следующие поисковые параметры: расщепляющий фермент — трипсин, точность определения масс моноизотопных пептидов ±5 ppm, точность определения масс в спектрах MS/MS ±25 ppm и возможность пропуска одного сайта расщепления.

Статистическая обработка результатов. Данные количественного анализа были представлены как среднее арифметическое ± среднеквадратичное отклонение в исследуемых группах образцов — сибирский осетр и стерлядь. При сравнении интервалов значений достоверность различий между группами выявлялась по U-критерию Манна–Уитни при уровне значимости p < 0.05. Статистическую обработку выполняли с помощью программы IBM SPSS Statistics 26.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

Базовый химический состав. Результаты исследования базового химического состава представлены в табл. 1. Статистически значимых различий по содержанию показателей у осетра и стерляди не выявлено. Вода является доминирующим компонентом ОЖ, что объяснимо для любых физиологических, в частности, тканевых жидкостей.

 

Таблица 1. Базовый химический состав образцов ОЖ сибирского осетра и стерляди

Вид рыбы	Содержание
	вода,% в нативной ОЖ	белок,% *	жир,٪ *	зола,% *
Сибирский осетр (n = 5)	98.8 ± 0.4	28.6 ± 3.0	5.56 ± 0.60	50.0 ± 15.1
Стерлядь (n = 5)	99.1 ± 0.3	36.7 ± 7.6	8.64 ± 3.06	52.9 ± 16.9

* Содержание рассчитано в % от сухой массы.

 

В сухом веществе существенно содержание золы, прежде всего, неорганических солей. Их катионы и анионы попадают туда в результате диффузии из окружающей рыбу воды (как напрямую, так и через кровь), поэтому ОЖ морских видов рыб имеет более высокую осмолярность, чем у пресноводных. Кроме того, существует корреляция между осмолярностью ОЖ и вероятностью оплодотворения икры при нересте, по-видимому, обусловленная создаваемым ионами осмотическим давлением, усиливающим привлечение сперматозоидов [2]. В свете возможного лечебно-профилактического применения ОЖ необходимо отметить, что противопоказанием будет являться гипертоническая болезнь или склонность к ней, а гипотоническое состояние — наоборот, показанием к применению. Высушенная ОЖ может также применяться в качестве приправы к пище вместо соли.

Основным органическим компонентом сухого вещества ОЖ является белок. Поскольку этот белок растворимый или диспергируемый в воде, он легко будет усваиваться пищеварительным трактом. Что касается жира, то его содержание также существенно. При необходимости высушенную ОЖ можно обезжиривать, например, путем экстракции сверхкритическим CO₂. Этот технологический подход широко применяется в фармацевтике и производстве БАД, поскольку позволяет экстрагировать жир из биологических субстанций без использования токсичных органических растворителей и относительно недорого при малотоннажном производстве [12].

Аминокислотный состав. Для более полной оценки пищевой ценности ОЖ с точки зрения белковой составляющей было проведено исследование аминокислотного состава по незаменимым аминокислотам, результаты которого представлены в табл. 2. Статистически достоверные различия по содержанию аминокислот в белке ОЖ выявлены для треонина, валина и изолейцина (больше у осетра), а также для лейцина и тирозина (больше у стерляди), при этом суммарное содержание незаменимых аминокислот достоверно не отличалось.

 

Таблица 2. Аминокислотный состав белка ОЖ сибирского осетра и стерляди (по незаменимым аминокислотам), сопоставленный с потребностями взрослого человека [16]

Аминокислота	Содержание, г/100 г белка		Потребность взрослого человека по [13], г/100 г белка
	сибирский осетр (n = 5)	стерлядь (n = 5)
Метионин + цистеин	5.12 ± 0.34	4.81 ± 0.29	2.2
Лизин	8.38 ± 0.40	7.90 ± 0.38	4.5
Триптофан	0.79 ± 0.12	0.90 ± 0.09	0.6
Треонин	6.08 ± 0.37*	5.42 ± 0.26	2.3
Валин	6.06 ± 0.21*	5.49 ± 0.30	3.9
Изолейцин	5.09 ± 0.31*	4.08 ± 0.29	3.0
Лейцин	7.52 ± 0.46	9.12 ± 0.33*	5.9
Тирозин	3.89 ± 0.24	5.17 ± 0.18*	3.8 (суммарно)
Фенилаланин	1.76 ± 0.16	1.91 ± 0.13
Гистидин	4.74 ± 0.36	4.10 ± 0.39	1.5
∑ незаменимых аминокислот	49.43 ± 0.88	48.90 ± 1.02	27.7

* Достоверно более высокое значение по сравнению с соответствующим для данной аминокислоты, согласно U-критерию Манна–Уитни при p < 0.05.

 

Результаты аминокислотного анализа сопоставлены с минимальными значениями содержания незаменимых аминокислот в употребляемом в пищу белке, необходимыми для полноценной жизнедеятельности взрослого человека, согласно опубликованной научной оценке [13]. В результате выявлено, что белок ОЖ обоих исследуемых видов удовлетворяет потребности взрослого человека во всех незаменимых аминокислотах, а по некоторым из них (метионин + цистеин, треонин, гистидин) кратно превышает минимальное содержание. Таким образом, ОЖ осетра и стерляди может быть рекомендована в качестве белковой добавки при дефиците незаменимых аминокислот.

Витаминно-минеральный состав. Результаты определения содержания витаминов, макро- и микроэлементов представлены в табл. 3. Статистически достоверные различия по содержанию биологически активных веществ и элементов выявлены для K, Mg, Cu (больше у осетра), а также Na, Fe, витаминов C, B₂, B₃ (PP) (больше у стерляди).

Результаты анализа витаминно-минерального состава сопоставлены с суточными физиологическими потребностями взрослого человека согласно утвержденным Роспотребнадзором методическим рекомендациям МР 2.3.1.2432–08. В результате установлено, что 85 г высушенной ОЖ осетра или 55 г высушенной ОЖ стерляди покрывает суточную потребность взрослого человека в исследуемых витаминах, макро- и микроэлементах. Таким образом, ОЖ осетра и стерляди может быть рекомендована в качестве витаминно-минеральной добавки при дефиците соответствующих витаминов, микро- и макроэлементов.

Протеомные профили. С целью уточнения полученных представлений о пищевой ценности белка исследуемых образцов ОЖ был проведен их протеомный анализ, то есть выявление всех известных белков и относительного содержания их в образцах. Протеомные профили ОЖ осетра и стерляди, составленные из всех выявленных белков, включают 87 белков, из которых 65 достоверно обнаруживались (интенсивность сигнала с учетом среднеквадратичного отклонения отлична от нуля при уровне значимости p < 0.05) у обоих видов (см. дополнительный материал к статье). Такое распределение белков достаточно типично для близкородственных видов рыб [14].

В результате протеомного анализа был выявлен ряд белков, имеющих физиологическое значение для рыб. Так, в ОЖ обоих видов обнаружены белки системы комплемента C1, C3, C4, C6, C7, C8, C9, а также C-реактивный белок и коллектин, запускающие данную систему, кластерин и пропердин, участвующие в ее работе, витронектин, участвующий в ее регуляции. Система комплемента является частью как врожденного, так и приобретенного иммунитета организма и присутствует не только в крови, но и в других биологических жидкостях [15]. Белки системы комплемента также обнаруживались ранее в ходе протеомного анализа ОЖ чавычи [16], радужной форели [17] и судака [18]. Кроме того, в ОЖ обоих видов обнаружены такие белки, значимые для иммунитета, как интелектин, связывающий бактерии в различных тканях у рыб [19], белок 14–3–3, участвующий в дифференцировке антител [20], а также субъединицы различных антител. Среди физиологически значимых белков у обоих видов обнаружен также тетранектин, являющийся регулятором роста тканей на разных стадиях жизненного цикла [21], α1-антитрипсин, являющийся ингибитором протеаз и ослабляющий последствия воспалительных процессов в тканях [22], а также так называемый “белок-антифриз” LS-12, ингибирующий рост кристаллов льда при температурах ниже 0°C [23].

В образцах ОЖ обоих видов обнаружен ряд белков, отражающих функцию ОЖ как транспортера питательных веществ, необходимых для развития будущих эмбрионов рыб. Так, фетуин B [24], аполипопротеин B и аполипопротеин E [25] транспортируют жирные кислоты и липиды. Ряд белков, выполняющих транспортные функции, характеризуют ОЖ исследуемых видов с точки зрения их пищевой и потенциальной лечебно-профилактической ценности (рис. 1). Так, вителлогенин (рис. 1а) является транспортным белком для переноса питательного белкового и липидного материала у яйцекладущих животных; из него затем формируется высокопитательный и легко усваиваемый желток яйцеклетки [26]. Согласно результатам проведенного протеомного анализа, вителлогенин является доминирующим белком в ОЖ обоих видов. Доминирующая позиция вителлогенина в протеомном профиле ОЖ обнаруживалась также ранее у чавычи [16], радужной форели [17] и судака [18]. Таким образом, можно утверждать, что основным компонентом белковой фракции ОЖ является легко усваиваемый высокопитательный белок, что дает дополнительное основание считать ОЖ осетровых источником питательного белка.

 

Рис. 1. Относительное содержание (выражено в виде интенсивности сигнала масс-спектрометрического детектора) белков или их групп, характеризующих ОЖ исследуемых видов с точки зрения их пищевой и потенциальной лечебно-профилактической ценности: а — вителлогенин (питательный белок); б — трансферрин (переносчик Fe) в — церулоплазмин (переносчик Cu); г — антиоксидантные белки (суммарно). * Достоверно более высокое значение по сравнению с соответствующим для данного белка/группы, согласно U-критерию Манна–Уитни при p < 0.05 (n = 5).

 

Трансферрин (рис. 1б) и церулоплазмин (рис. 1в) являются белками-переносчиками Fe [27] и Cu [28] соответственно в плазме крови и других биологических жидкостях. Значительное содержание этих белков в ОЖ обоих исследуемых видов, обнаруженное в ходе протеомного анализа, говорит о выполнении ОЖ транспортной функции по обеспечению будущих эмбрионов потомства, в том числе этими необходимыми для развития элементами, а также свидетельствует о том, что значительное содержание Fe и Cu в ОЖ (табл. 3) является, прежде всего, результатом направленного транспорта этих элементов, а не только пассивной диффузии ионов из воды. Соответственно, пищевая ценность ОЖ с точки зрения содержания Fe и Cu не должна критически зависеть от концентрации их ионов в среде обитания рыбы, что свидетельствует об ОЖ осетровых как о стабильном источнике Fe и Cu, если рыбы получают в течение своего жизненного цикла полноценный корм. Трансферрин обнаруживался также ранее в ходе протеомного анализа ОЖ чавычи [16], радужной форели [17] и судака [18]. Выявленные в ходе протеомного анализа статистически достоверные различия по относительному содержанию церулоплазмина в ОЖ сибирского осетра и стерляди (рис. 1в) сходны с различиями по содержанию непосредственно Cu в образцах ОЖ (табл. 3), что подтверждает неслучайный характер данных различий.

 

Таблица 3. Витаминно-минеральный состав высушенной ОЖ сибирского осетра и стерляди, сопоставленный с суточными потребностями взрослого человека согласно методическим рекомендациям МР 2.3.1.2432-08.

Вещество / элемент	Содержание, мг/100 г		Потребность взрослого человека, мг/сут
	сибирский осетр (n = 5)	стерлядь (n = 5)
Витамин C	222.5 ± 91.7	519.8 ± 82.3*	90
Витамин B1	22.80 ± 10.02	25.22 ± 8.34	1.5
Витамин B2	90.97 ± 15.8	210.8 ± 35.7*	1.8
Витамин B3 (PP)	23.61 ± 12.45	79.28 ± 21.43*	20
Витамин B6	51.39 ± 18.36	52.25 ± 11.87	2
Na	5430 ± 824	7399 ± 756*	1300
K	12544 ± 2173*	4868 ± 1947	2500
Ca	2932 ± 768	3579 ± 671	1000; 1200 после 60 лет
Mg	4140 ± 638*	2290 ± 497	400
Fe	115.2 ± 26.4	188.3 ± 35.2*	10 для мужчин; 18 для женщин
Cu	68.96 ± 7.41*	56.47 ± 4.80	1
Mn	4.14 ± 1.03	3.60 ± 0.77	2
Zn	84.13 ± 18.72	111.44 ± 21.62	12
Cr	0.082 ± 0.019	0.118 ± 0.027	0.05

*Достоверно более высокое значение по сравнению с соответствующим для данного витамина/элемента, согласно U-критерию Манна–Уитни при p < 0.05.

 

В ходе протеомного анализа ОЖ обоих исследуемых видов выявлен ряд белков с антиоксидантными свойствами: глутатионпероксидаза [29], пероксиредоксин [30], селенопротеин P [31], глутаредоксин и тиоредоксин [32]. Значительное суммарное содержание этих ферментов в ОЖ обоих исследуемых видов (рис. 1г) свидетельствует о выполнении ОЖ защитной противовоспалительной и детоксифицирующей функции, а также позволяет утверждать, что ОЖ исследуемых видов имеет потенциальную лечебно-профилактическую ценность в отношении воспалительных процессов, происходящих, например, в слизистой оболочке пищеварительного тракта на всем пути до гидролиза белковых компонентов ОЖ при ее употреблении. Быстрая растворимость высушенной ОЖ в слюне, оценка чего была проведена авторами органолептически, позволяет антиоксидантным соединениям действовать уже в ротовой полости. Существенная антиоксидантная активность высушенной ОЖ сибирского осетра и стерляди была выявлена ранее химико-аналитическим (кулонометрическим) способом и составила 65.0 ± 4.1 Кл/г и 63.2 ± 3.8 Кл/г соответственно, что составляет около 18% от антиоксидантной активности плодов томата — признанного источника антиоксидантов [33].

В ходе данного исследования была выявлена пищевая ценность ОЖ сибирского осетра и стерляди, заключающаяся в высоком содержании (по сухому весу) легко усваиваемого высокопитательного белка, а также ряда водорастворимых витаминов, макро- и микроэлементов. В ходе данного исследования была выявлена потенциальная лечебно-профилактическая ценность ОЖ сибирского осетра и стерляди, заключающаяся в значительном содержании антиоксидантных белков, а также в возможности ее применения для профилактики заболеваний, связанных с авитаминозом и недостаточным потреблением ряда макро- и микроэлементов. Ранее при моделировании окислительного стресса на культуре фибробластов было показано, что добавление в культуральную среду высушенной ОЖ сибирского осетра после окислительного воздействия приводило к ослаблению стрессового состояния в клетках [34]. Таким образом, ОЖ сибирского осетра и стерляди может быть основой для востребованной на рынке натуральной белково-витаминной БАД с дополнительным лечебно-профилактическим эффектом, что позволит увеличить прибыльность выращивания осетровых за счет получения дополнительного ценного продукта.

ФИНАНСИРОВАНИЕ РАБОТЫ. Работа выполнена в рамках Программы фундаментальных научных исследований в Российской Федерации на долгосрочный период (2021–2030 годы) (№ 122030100170-5).

СОБЛЮДЕНИЕ ЭТИЧЕСКИХ СТАНДАРТОВ. В данной работе отсутствуют исследования человека или животных.

КОНФЛИКТ ИНТЕРЕСОВ. Авторы данной работы заявляют, что у них нет конфликта интересов.

Об авторах

М. В. Михайлова

Научно-исследовательский институт биомедицинской химии имени В. Н. Ореховича (ИБМХ)

Email: fireaxe@mail.ru
Россия, Москва, 119121

К. В. Золотарёв

Научно-исследовательский институт биомедицинской химии имени В. Н. Ореховича (ИБМХ)

Автор, ответственный за переписку.
Email: fireaxe@mail.ru
Россия, Москва, 119121

А. Н. Михайлов

Научно-исследовательский институт биомедицинской химии имени В. Н. Ореховича (ИБМХ)

Email: fireaxe@mail.ru
Россия, Москва, 119121

В. И. Наход

Научно-исследовательский институт биомедицинской химии имени В. Н. Ореховича (ИБМХ)

Email: fireaxe@mail.ru
Россия, Москва, 119121

В. Г. Згода

Научно-исследовательский институт биомедицинской химии имени В. Н. Ореховича (ИБМХ)

Email: fireaxe@mail.ru
Россия, Москва, 119121

Е. Н. Харенко

Всероссийский научно-исследовательский институт рыбного хозяйства и океанографии (ФГБНУ “ВНИРО”)

Email: fireaxe@mail.ru
Россия, Москва, 105187

Список литературы

Дополнительные файлы